Дефекты митохондриального окисления жирных кислот

Piero Rinaldo and Dietrich Matern, Michael J. Bennett
Annu. Rev. Physiol. 2002. 64:477–502

Система митохондриального окисления жирных кислот у млекопитающих была открыта еще в начале прошлого столетия, и первоначально этот процесс был описан как четырехэтапный, локализованный исключительно в матриксе митохондрий. Теперь стало очевидным, что многие ферменты этого метаболического пути существуют в виде тканеспецифических изоформ, а некоторые связаны с внутренней митохондриальной мембраной.

Более полно представить этот метаболический процесс стало возможным благодаря изучению дефектов окисления жирных кислот. Эти нарушения - группа тяжелых наследственных заболеваний, значительный вклад которых в структуру смертности и инвалидности, был установлен в последние 20 лет.

 Обзор включает клинические, метаболические, и молекулярные аспекты более 20 известных болезней этого класса наследственных нарушений.

ВВЕДЕНИЕ

Митохондриальное окисление жирных кислот - (FAO) (ОЖК) представляет собой физиологический ответ на голодание, инфекционный процесс и повышенную мышечную активность. Жирные кислоты (ЖК) являются главным источником энергии для сердца и печени, за счет их окисления происходит теплообразование в бурой жировой ткани (1,3). Печень обладает уникальной способностью синтезировать кетоновые тела - 3-гидроксибутират и ацетоацетат, являющиеся важными альтернативными источниками энергии для экстрапеченочных тканей, особенно для мозга (2).

Первый генетический дефект ОЖК у человека был описан в 1973. У пациента наблюдался рабдомиолиз скелетных мышц и миоглобинурия. В начале 1980-ых были описаны печеночные формы дефектов митохондриального b-окисления (5). В последующие годы представление о клинических фенотипах нарушений ОЖК значительно расширились. Описаны случаи, протекающие как Рейе-подобный синдром (6), некоторые формы сопровождались неукротимой рвотой (9), острой печеночной недостаточностью, или были причиной внезапной смерти (7, 8). Стало известно, что отягощенность плода этими заболеваниями может стать причиной осложнений во время беременности (11).

Успехи в этой области столь стремительны, что недавние обзоры, посвященные этой теме, уже требуют обновления (12, 13).

Компоненты метаболизма ЖК

Транспорт ЖК через плазматическую мембрану

Длинноцепочечные ЖК (LCFA) участвуют в синтезе фосфолипидов, посттрансляционной модификации белков, передаче клеточных сигналов, контроле транскрипции и влияют на проницаемость мембран (14). LCFA также являются ключевыми субстратами в энергетическом метаболизме. Наибольшее физиологическое значение имеют С16 и С18 ЖК, как насыщенные так и моно- и ди- ненасыщенные. После истощения запасов гликогена во время голодания происходит мобилизация триглицеридов из жировых капель и ЖК освобождаются на поверхности эндотелиальных клеток капилляров и гепатоцитов под действием липаз. В клетки свободные ЖК транспортируются при участии тканеспецифичных белков (15,16), но некоторыми авторами также обсуждается возможность переноса ЖК путем простой диффузии.

Транспорт карнитина.

Карнитин (b-гидрокси-g-триметиламиномаслянная кислота) важное соединение, участвующее в переносе ЖК внутрь митохондрий. Высокая концентрация внутриклеточного карнитина (в 50 раз выше, чем в плазме крови) поддерживается системой активного транспорта (17). В скелетной и сердечной мышце, клетках почечных канальцев присутствует транспортный белок, который кодируется геном ОСТN2, а в печени экспрессируется другой белок-переносчик, обладающей меньшей аффинностью (18).

Транспорт жирных кислот в митохондрии.

На поверхности внешней митохондриальной мембраны под действием АТФ-зависимых синтетаз ЖК активируются путем превращение в соответствующие ацил-КоА-тиоэфиры. Затем происходит образование ацилкарнитиновых эфиров под действием карнитин пальмитоил трансферазы I (СРТI), которая переносит ацильные остатки ЖК от КоА к карнитину. Ацилкарнитиновые эфиры транспортируются через внутреннюю митохондриальную мембрану при участии карнитин-ацилкарнитин-транслоказы (САТ), в обмен на свободный карнитин (рисунок 1). И, наконец, в митохондриальном матриксе карнитин-пальмитоилтрансфераза II (СРТ II), переносит ацильные остатки ЖК от карнитина к КоА, в результате чего вновь образуются ацил-КоА-тиоэфры. Средне и коротко-цепочечные ЖК (длина цепи менее 12 углеродных атомов) транспортируются внутрь митохондрий без участия карнитина.

Скорость-лимитирующем ферментом в стадии транспота ЖК является СРТI. На активность этого фермента влияет уровень малонил-КоА. При поступлении углеводов концентрация малонил-КоА внутри клетки повышается, это подавляет активность СРТI и переключает метаболизм на синтез ЖК и триглецеридов.

СРТI существует в двух изоформах –печеночной (L-CPT I) ген, которой картирован на 11q13, и мышечной (M-CPT I), ген картирован на 22q13.3. (21). Ген для CРТ II картирован на 1p32 (23).

b-окисление жирных кислот и кетогенез.

b-окисление- это процесс при котором происходит последовательное отщепление одной молекулы ацетил-КоА от активированных ЖК под действием ферментов с различной специфичностью к длине цепи (рисунок 1).

Первая реакция этого цикла - дегидрогенизация. Она осуществляется ацил-КоА-дегидрогеназами, содержащими в качестве простетической группы флавинадениндинуклеотид (ФАД, FAD). В окислении ЖК принимают участие короткоцепочечная (SCAD), среднецепочечная (MCAD), длинноцепочечная (LCAD) и очень длинноцепочечная ацил-КоА-дегидрогеназы (VLCAD), обладающие различной субстратной специфичностью. SCAD наиболее активно осуществляет дегидрогенизацию жирных кислот с длиной цепи С4-С6; MCAD с длиной цепи С6-С10; LCAD специфична для ЖК с длиной цепи промежуточной для двух предыдущих дегидрогеназ, а VLCAD специфична для ЖК с длиной цепи С12-С18. Первые три дегидрогеназы являются ферментами митохондриального матрикса, а VLCAD -фермент, связанный с митохондриальной мембраной (24). MCAD и SCAD- гомотетрамеры, состоящие из полипептидов с молекулярной массой 44 кДа (26).

Окисление восстановленных флавопротеинов производится электрон-транспортирующим флавопротеином (ETF). Он, в свою очередь, переправляет восстанавливающие эквиваленты другому флавопротеину – ETF: убихинон оксидоредуктазе, локализованной на внутренней митохондриальной мембране и переносящей свои электроны в дыхательную цепь митохондрий через убихинон. ETF и ETF: убихинон оксидоредуктаза- митохондриальные ферменты, кодируемые ядерными генами (25). Оба фермента участвуют в процессе митохондриального b-окисления опосредованно - перенося электроны от ФАД-зависимых дегидрогеназ.

У человека не описано дефектов длинноцепочечной дегидрогеназы, однако, существует мышиная модель недостаточности LCAD, при которой наблюдаются нарушения внутриутробного роста, гипогликемия, дегенерация миокарда, отложение жира и биохимические аномалии сходные с недостаточностью VLCAD, описанной у человека (27). Вероятно, что роль этого фермента у человека наиболее важна на ранних стадиях эмбрионального развития (28).

Вторая реакция в цепи b-окисления ЖК - гидратация по двойной связи в положении 2,3 образовавшихся вследствие дегидрогенизации 2-транс-еноил-КоА в соответствующие L-3-гидроксиацил-КоА.

Существуют две еноил-КоА-гидратазы: длинноцепочечная еноил-КоА-гидратаза (LHYD), функционирующая в составе мембраносвязанного митохондриального трифункционального белка (TFP) и кротоназа, гидратирующая средне и короткоцепочечные субстраты (35). TFP представляет собой гетерооктамер, состоящий из a₄b₄ субьединиц (29, 30). Его a-субьединица отвечает за LHYD-активность, а b- за 3-кетоацил-КоА-тиолазную (LKAT) активность. Гены обеих субьединиц картированы на 2p23.3–p24.1 и их активность регулируется сочетанно (33, 34). Также описана и среднецепочечная гидратаза, но она отнесена к группе ферментов пероксисом и ее функции пока недостаточно изучены (36,37).

 Третья реакция в цепи b-окисления ЖК состоит в дегидрогенизации 3-гидроксиацил-КоА в 3-кетоацил-КоА , в этой реакции происходит восстанавление НАД+ в НАД*Н. Существуют две 3-гидроксиацилдегидрогеназы – для коротко и средне-цепочечных (М/SCHAD) и длинноцепочечных (LCHAD) субстратов. LCHAD является составляющей мембрано-связанного трифункционального белка TFP. М/SCHAD- это растворимый гомодимер митохондриального матрикса. Ген, кодирующий этот фермент, картирован на 4q22–q26 (40). И третий фермент, отвечающий за 3-гидроксиацил-КоА-дегидрогеназную активность это HAD-II, роль которого в процессе митохондриально b-окисления пока не ясна. (39).  

 Последняя стадия b-окисления заключается в тиолитическом расщеплении 3-кетоацил-КоА и образовании ацетил-КоА и соответствующего ацил-КоА-эфира с укороченной цепью. В этой стадии принимают участие 3 фермента. Длинноцепочечная 3-кетоацил-КоА-тиолаза (LKAT), которая является составляющей TFP. Также охарактеризован фермент, обладающий среднецепочечной 3-кетоацил-КоА-тиолазной (MKAT) активностью (41), и описан один пациент с этим нарушением (42), но ген этого фермента пока не картирован.

Заключительный этап в процессе b-окисления осуществляет коротко-цепочечная 3-кетоацил-КоА тиолаза или кетотиолаза (SKAT).

В печени, образовавшиеся в результате b-окисления, ацетил-КоА в период голодания направляются в цепь кетогенеза: 3-гидрокси-3-метилглутарил-КоА синтетаза конденсирует 1 молекулу ацетил-КоА и 1 молекулу ацетоацетил-КоА, что приводит к образованию 3-гидрокси-3-метилглутарил-КоА (HMG-СoA), затем это соединение расщепляется HMG-CoA лиазой и образуется ацетоацетат. Ацетоацетат находится в состоянии равновесия с другим кетоновым телом- 3-гидроксибутиратом. Кетоновые тела попадают в кровоток и доставляются тканям В тканях ацетоацетат переводится в его активную форму – ацетоацетил-КоА под действием ацетоацетат:сукцинил-КоА трансферазы. Ацетоацетил-КоА подвергается тиолитическому расщеплению и 2 молекулы ацетил-КоА вступают в цикл Кребса (2).

Нарушения b-окисления ДЦЖК

Дефект переносчика длинноцепочечных жирных кислот

Данное нарушение наблюдалось у 2 пациентов (10). Одному из них была сделана пересадка печени в связи с 7 эпизодом острой печеночной недостаточности. Второй пациент был практически здоров до первого приступа остро развившейся печеночной недостаточности в возрасте 4 лет, и ему также была произведена трансплантация печени. (10). Дефект был установлен на культуре кожных фибробластов (ККФ): было выявлено снижение внутриклеточной концентрации C14–C18 ЖК и скорости окисления ЖК в присутствии палимитиновой и олеиновой кислот, и этих нарушений не наблюдалось после обработки клеток дигитонином. Точный механизм этого нарушения остается неизвестным. Были описаны подобные случаи, но очень вероятно, что это заболевание генетически гетерогенное (43; A. Al Odaib & P. Rinaldo, unpublished results). По крайней мере, описан один больной, который имел сочетанный дефект нарушения транспорта и был гетерозиготен по двум другим нарушениям метаболизма ЖК (44).

Дефекты транспорта карнитина

Первичная недостаточность карнитина обусловлена наследственным нарушением переносчика карнитина (46). В первый год жизни отмечается гипогликемия, непереносимость голодания и заболевание может приводить к внезапной смерти. У взрослых больных наблюдается прогрессирующая кардиомиопатия, мышечная слабость (47). У пациентов снижена концентрация карнитина в плазме (менее 10 % от нормы), но этот дефект корректируется введением карнитина. Диагноз основывается на нагрузочных тестах в ККФ или молекулярно-генетическом анализе гена OCTN2 (18).

Нарушения транспорта ЖК в митохондрии.

Карнитнпальмитоилтрансферазы I недостаточность.

 Недостаточность печеночной CPT I была впервые описана в 1981 году у больного с некетотической гипогликемией, провоцируемой голоданием. Наблюдалась высокая концентрация свободного и связанного карнитина, а характерные метаболиты ЖК в крови и моче отсутствовали, что является важным диагностическим признаком данного заболевания (48,49). Имеется 30 хорошо документированных случаев с преимущественным поражением печени (50). Недавно были описаны и миопатические формы этого заболевания: детская с сочетанным поражением печени и нарушением скелетных мышц и взрослая форма с изолированной прогрессирующей миопатией (51, 52). В последнем случае остаточная активность CPT-I в фибробластах составляла около 15% от контроля что, по-видимому,  достаточно для сохранения нормальной функции печени, но не мышечной ткани. У 8 пациентов найдены мутации, подавляющее большинство из которых, являются уникальными для каждой семьи (53, 54).

Карнитин: ацилкарнитин транслоказы недостаточность.

Первое сообщение об этом заболевании появилось в 1992 году. При этом заболевании в клинической картине преобладает скелетная миопатия, а приступы гипогликемии встречаются довольно редко, что затрудняет его диагностику. Большинство пациентов погибло от хронической прогрессирующей печеночной недостаточности, сопровождаемой гиперамониемией или из-за гипертрофической кардиомиопатии и дефектов сердечной перегородки (55). Недавно, были описаны несколько пациентов с более мягкой клинической формой, поразительно чувствительной к терапии (56).

В гене CACT описано большое число мутаций (в основном затрагивающие сайты сплайсинга), но четких гено-фенотипических корреляций установлено не было (57). Полагают, что применение тандемной масс-спектрометрии в неонатальном скрининге, позволит в скором будущем выявлять большее число больных с этим нарушением (58).

 Недостаточность карнитинпальмитоил трансферазы II (CPT II )

CPT II недостаточность -первый генетический дефект ОЖК, описанный у человека. У пациента наблюдалась миопатия, провоцируемая физической нагрузкой и миоглобинурия (4). У больных с миопатической формой заболевания была обнаружена частая мутация (439C ® T, S113L) (59). У гомозигот по этой мутации остаточная активности фермента составляет 15-25% от нормы. Этой активности хватает для нормального функционирования печени и сердечной мышцы, но не достаточно для скелетной, особенно при повышенной физической нагрузке и голодании.

При заболеваниях, манифестирующих в неонатальный период наблюдается нарушение процессинга и транспорта фермента в митохондрии или близкая к нулевой остаточная активность. Для этой формы характерно мультиорганное поражение и врожденные аномалии, часто приводящие к смерти в неонатальный период (60). Промежуточная форма недостаточности CPT II была описана у компаунд-гетерозигот с тяжелой и средней по тяжести мутациями.

Нарушения b-окисления длинноцепочечных жирных кислот.

Недостаточность очень длинноцепочечной ацил-КоА-дегидрогеназы.

Все описанные в литературе случаи до 1992 года, диагностированные как недостаточность длинноцепочечной дегидрогеназы жирных кислот (LCAD) на самом деле представляли дефект мембрано-связанной ацил-КоА-дегидрогеназы для очень длинноцепочечных ЖК (VLCAD) (61). Клиническая картина недостаточность (V)LCAD довольно разнообразна: заболевание может протекать как Рейе-подобный синдром, сопровождаться дилятационной кардиомиопатией, приступами гипогликемии, или приводить к внезапной смерти. При тяжелых формах заболевания обнаружены мутации, при которых остаточная активность фермента близка к нулевой. Клинический фенотип, обусловленный другими мутациями, при которых остаточная активность фермента сохраняется, сходен со взрослой формой недостаточности СРТ I. Раннее выявление и начало лечения существенно сказывались на качестве и продолжительности жизни больных  даже, при тяжелых формах заболевания .

Недостаточность трифункционального белка и изолированная недостаточность длинноцепочечной –3-гидроксиацил дегидрогеназы.

Длинноцепочечная –3-гидроксиацил дегидрогеназа ЖК (LCHAD) один из трех компонентов TFP. Однако, на клиническом и молекулярно-генетическом уровне изолированная недостаточность LCHAD и сочетанный дефект TFP существенно различаются. Изолированная недостаточность LCHAD впервые была описана в 1989 году и представляет собой одну из самых тяжелых форм заболеваний из класса нарушений окисления жирных кислот.  Первыми были описаны формы с преимущественным поражением печени: от острой печеночной недостаточности в неонатальный период, до хронических форм с прогрессирующем поражением печени в более позднем детском возрасте. Диагностика новых случаев существенно расширила представления о клиническом фенотипе этой группы заболеваний: описаны  формы сопровождающиеся кардиомипатией, скелетной миопатией, пигментной дегенерацией сетчатки, переферической нейропатией, и внезапной смертью. Изолированная недостаточность LCHAD встречается гораздо чаще, чем недостаточность TFP. Описана частая мутация при этом заболевании в кодирующей области a-субьединицы фермента (1528G®C ), приводящая к замене глутамина на глутамат в положении 474 (Е474Q) . Эта мутация составляет примерно 60% всех мутантных аллелей. Мутации в любом другом положении в генах a и b субьединиц приводят к снижению каталитической активности всего TFP и клинически представлены как скелетная и/или кардиомиопатия. И только единичные пациенты с недостаточностью TFP имеют поражение печени.

С 1990 года описано более 60 случаев осложнений беременности в виде нарушений функции печени (острое жировое перерождение печени (AFLP) и HELLP-синдром (гемолиз, повышение печеночных ферментов, снижение тромбоцитов)) при недостаточности LCHAD у плода. При 21 беременности, осложненной на третьем триместре AFLP, по крайней мере, в одном аллеле у всех 12 обследованных пациентов, была обнаружена частая мутация в гене LCHAD.

Это связано с особенностями метаболизма ЖК. Если плод поражен, то метаболический дефект нарушает плацентарный метаболизм жирных кислот, приводящий к прогрессирующему накоплению их метаболитов, это приводит к стеатозу печени и другой симптоматике у матери. В то же время страдает и сама плацента, в ответ на снижение энергетических ресурсов, что может вызывать нарушению роста и внутриутробного развития плода. Поэтому, тщательный сбор акушерского анамнеза необходимый компонент в диагностике этих состояний.

Нарушения окисления среднецепочечных жирных кислот.

Нарушение среднецепочечной Ацил-КоА-дегидрогеназы жирных кислот.

Это заболевания является одним из самых распространенных нарушений b-окисления (76). С наибольшей частотой недостаточность МСАD встречается среди европейцев (частота носительства распространенной мутации K304E в северных европейских популяциях составляет 1:40, средняя частота заболевания 1:6500-1:17000).

Заболевание протекает в виде приступов гипогликемии как pеакция на голодание, провокацию заболевания виpусными инфекциями и pастpойствами желудочно-кишечного тpакта. На высоте метаболической декомпенсации может наступить синдpом внезапной смеpти, причем не только в младенчестве, но и у взрослых пациентов (77). При недостаточность МСАD течение и прогноз заболевания в большей степени зависят от факторов внешней среды (голод, температура тела, инфекционный процесс), а не от генотипа (76).

Недостаточность среднецепочечной 3-кетоацил-КоА- тиолазы

Это заболевание впервые было описано у новорожденного мальчика, который умер вскоре после начала первых симптомов. В возрасте 2 дней у него наблюдалась рвота, обезвоживание, метаболический ацидоз, нарушение функции печени, некроз скелетных мышц и миоглобинурия (42). При анализе органических кислот мочи была выявлена лактат-ацидурия, и значительное повышение уровня C6-C12 дикарбоновых кислот, с преобладанием C10 и C12. В ККФ скорость окисления пальмитиновой кислоты была в пределах нормы, а скорость окисления октановой кислоты составляла 31% от контроля. Недостаточность MKAT была подтверждена иммунохимическими методами.

Нарушения окисления кроткоцепочечных жирных кислот

Недостаточность кроткоцепочечной ацил-КоА-дегидрогеназы

Это нарушение было впервые описано в 1987 году (89). Число точно подтвержденных случаев недостаточности SCAD невелико. Спектр клинических проявлений у пациентов с недостаточностью SCAD широко варьирует: от практически бессимптомного течения до летального исхода (90). К частым симптомом относятся- мышечная гипотония и задержка психо-моторного развития. У большинства пациентов были выявлены 2 варианта гена SCAD (625G ® A и 511C ®T). Эти аллели не являются мутациями, а обуславливают повышенную предрасположенность к этому заболеванию (91). Современный подход к подтверждению диагноза основывается на измерении органических кислот в биологических жидкостях, измерении активности ферментов в ККФ и мышечной ткани и полного секвенирования гена SCAD.

Другие нарушения ОЖК.

Более 10 лет назад был описан единичный случай недостаточности 2,4-диеноил-КоА редуктазы (92). Диагноз был поставлен на основании выявления 2-транс,4-цис-декадиеноилкарнитина в образцах плазмы и мочи.

Нарушения кетогенеза.

3-гидрокси 3-метилглутарил –КоА синтазы недостаточность

Недостаточность митохондриальной 3-гидрокси 3-метилглутарил –КоА синтазы (HMG-КoA синтазы) была описана только у 2 пациентов с рекурентными приступами некетотической гипогликемией, провоцируемой голодом (93, 94). Считается, что сочетание C6-C12 дикарбоновой ацидурии, низких уровней кетонов и нормального профиля ацилкарнитинов в плазме является специфическими маркерами заболевания (95). Для подтверждения диагноза возможно измерение активности фермента в печени, но молекулярно-генетический анализ предпочтительнее (96).

3-гидрокси 3-метилглутарил –КоА лиазы недостаточность

В 1971 году была впервые описан дефект 3-гидрокси 3-метилглутарил –КоА лиазы у пациента с некетотической гипогликемией и на сегодняшний день уже насчитывается более 60 подобных случаев (2). Биохимическим маркером заболевания является повышение экскреции 3-гидрокси 3-метилглутаровой кислоты и связанных с ней метаболитов. В гене HMG-CoA лиазы описано множество мутаций, по большей части уникальных (97).

Дефекты дыхательной цепи, связанные с ОЖК. Глутаровая ацидемия тип 2 (GA2).

Заболевание может быть обусловлено мутациями в трех различных генах: a или b-субьединиц электроно-транспортного флавопротеина (ETF) или в гене электроно-транспортного флавопротеина: убихиноноксиредуктазы ( ETF-QO) (25), расположенных на хромосомах 15q23, 19q13, и 4q32, соответственно. Выделяют 3 клинических фенотипа заболевания (98). Наиболее тяжелая форма с манифестацией в неонатальный период сопровождается врожденными аномалиями, дизморфическими чертами лица, напоминающими пероксисомные заболевания. Вторая форма также неонатальная, но без врожденных аномалий и большей продолжительностью жизни. Третья форма заболевания отличается мягким течением и проявляется в более позднем возрасте. Основными клинические признаками являются: рвота, гипогликемия, гепатомегалия и миопатия (7). Лишь некоторые больные с GA2 поддаются лечению рибофлавином (99). Основным критерием диагноза GA2 является анализ спектра ацилкарнитинов плазмы, органических кислот и ацилглицинов мочи, но биохимические данные не позволяют установить точную генетическую природу заболевания. Для верификации диагноза проводят измерение активности ферментов в ККФ (25). Применение молекулярно-генетических методов затруднительно по причине наличия трех разных генов и отсутствия частых мутаций.

Методы диагностики нарушений ОЖК.

Пренатальная диагностика.

 Все известные на сегодняшний день дефекты ОЖК наследуются по аутосомно-рецессивному типу. В пренатальной диагностике используются биохимические и молекулярно-генетические методы (74). Для заболеваний поддающихся терапии  дородовая диагностика возможна, но этически сомнительна. С другой стороны проведение пренатальной диагностики необходимо в тех случаях, если предыдущие беременности сопровождались поражением печени у матери (11).

Скрининг новорожденных.

 Определение спектра ацилкарнитинов в пятнах крови с помощью метода тандемной масс-спектрометрии (ТМS) сделало возможным проведение скрининга на наследственные нарушения ОЖК (58). Включение обследования на эти заболевания в программу массового скрининга новорожденных позволит снизить инвалидизацию и смертность, применяя простые и дешевые методы для лечения этих состояний (100). Однако, для оценки специфичности и чувствительности ТМS, необходимо выявление значительного числа больных.

Биохимические методы диагностики

Количественная оценка спектра карнитина, ацилкарнитинов, жирных кислот плазмы и органических кислот и ацилглицинов в моче необходима для диагностики дефектов ОЖК (12, 13, 49, 58, 101). Желательно, проводить эти исследования в течение нескольких часов после появления первых симптомов заболевания, для последующего назначения терапии и подтверждения диагноза в специализированных лабораториях. В таблицах 1 и 2 приведены характерные биохимические показатели при нарушениях ОЖК. Подтверждение диагноза требует привлечения множества исследований и их сочетанной интерпретации. Важно отметить, что в межкризосный период у пациентов с дефектами ОЖК довольно часто наблюдаются неинформативные профили метаболитов.

Postmortem Screening

Авторы считают необходимым проводить  медико-генетическое консультирование семей, потерявших детей в результате внезапной смерти и полное обследование погибших пациентов (7, 8). На рисунке 2 приведен алгоритм протокола исследований в случае внезапной смерти (8). Для  исключения  большего числа заболеваний на одну фильтровальную бумажку (Гатри-фильтр) собирается кровь и желчь. В том случае, если вероятность заболевания высока, также должны быть заморожены  образцы печени и кожи (102). Несмотря на то, что жировая инфильтрация печени и других органов при дефектах ОЖК встречается часто, этот признак не может служить основным критерием для постановки диагноза (7).

Животные модели дефектов ОЖК.

В изучении патогенеза дефектов ОЖК помогают животные модели заболеваний. (103). На сегодняшний день существуют мышиные модели системной недостаточности карнитина (104), дефектов SCAD (105), VLCAD (29), LCAD (28), TFP (106), и M/SCHAD (88). Авторы работают над созданием и других мышиных моделей: MCAD, CPT-I, и CPT-II (P. A. Wood, personal communication). В ближайшем будущем станет возможно получить линии мышей одновременно с несколькими дефектами ОЖК как полными, так и частичными (двойные гетерозиготы). Это позволит не только уточнить роль факторов внешней среды в развитии заболевания, но и сравнить клинические фенотипы  при гомозиготности по одному аллелю  и при мутациях в разных генах, затрагивающих этот метаболический путь (44,107).

Неклассифицированные дефекты окисления жирных кислот и перспективы.

Нормальный процесс ОЖК также как и его нарушения у человека  не до конца изучены. Большое число пациентов, имеющих клинические признаки ОЖК, но неспецифические находки при проведении биохимических исследований не могут быть отнесены ни к одной из известных форм нарушений ОЖК. Мало известно о пространственной организации ферментов митохондрий. Кажется логичным, что ферменты одного цикла должны быть связаны в функциональные комплексы,  в которых метаболиты попадают с одного активного сайта фермента на другой, но такая организация митохондриальных ферментов ОЖК пока не описана (108).

Таблица 1.Биохимические показатели при нарушениях ОЖК (дефекты мембрано-связанных ферментов и транспортных белков)

Список используемых сокращений см. таблицу 2.

Таблица 2. Биохимические показатели при нарушениях ОЖК (дефекты ферментов митохондриального матрикса).

АцК –ацилкарнитины; ОК-органические кислоты; АцГ-ацилглицины; ЖК-жирные кислоты;-,не описаны; +, описаны, ± , показатель не всегда информативен; (+), не описано, но возможно; LCFA -длинноцепочечные жирные кислоты; СРТ I- карнитинпальмитоил трансфераза I; СРТ II- карнитинпальмитоил трансфераза II ; САСТ-карнитин:ацилкарнитин транслоказа; VLCAD - очень длинноцепочечная ацил-КоА-дегидрогеназа жирных кислот; GA2-глутаровая ацидурия тип 2; LCHAD-длинноцепочечная –3-гидроксиацил дегидрогеназа жирных кислот; TFP-трифункциональный белок; MCAD- среднецепочечная дегидрогеназа жирных кислот; SCADH-короткоцепочечная дегидрогеназа жирных кислот; M/SCADH- средне/короткоцепочечная 3-гидроксиацилдегидрогеназа жирных кислот; MKAT- среднецепочечная 3-кетоацил-КоА- тиолаза; HMGCoAS-3-гидрокси 3-метилглутарил –КоА синтазa; HMGCoAL- 3-гидрокси 3-метилглутарил –КоА лиазa; 2,4-DCoAR -2,4-диеноил-CoA-редуктаза;а, b-ETF- a и b субьединицы электроно-транспортного флавопротеина

Рисунок 2. Алгоритм проведения обследования в случае внезапной смерти.
Факторы риска: летаргия, рвота и/или голодание в течении 48 ч до наступления смерти, отягощенный семейный анамнез- синдром внезапной смерти, Рейе-синдром, осложнения во время беременности.

Список литературы

1. Eaton S, Bartlett K, Pourfarzam M. 1996.Mammalian mitochondrial в-oxidation.Biochem. J. 320:345–57

1a. Scriver CR, Beaudet AL, Sly WS, Valle D,Childs B, et al., eds. 2001. The Metabolicand Molecular Bases of Inherited Diseases.New York: McGraw-Hill. 8th ed. 6338 pp.

2. Mitchell GA, Fukao T. 2001. Inborn er-rorsof ketone body metabolism. See Ref.1a, pp. 2327–56

3. Nicholls DG, Locke RM. 1984. Thermo-genicmechanisms in brown fat. Physiol.Rev. 64:1–64

4. DiMauro S, DiMauro PMM. 1973. Musclecarnitine palmitoyltransferase deficiencyand myoglobinuria. Science182:929–31

5. Stanley CA, Hale DE, Coates PM, HallCL, Corkey BE, et al. 1983. Medium-chain acyl-CoA dehydrogenase deficiencyin children with non-ketotic hypoglycemiaand low carnitine levels. Pediatr. Res. 17:877–84

6. Belay ED, Bresee JS, Holman RC, KhanAS, Shahriari A, Schonberger LB. 1999.Reye’s syndrome in the United Statesfrom 1981 through 1997. N. Engl. J. Med.340:1377–82

7. Boles RG, Buck EA, Blitzer MG, PlattMS, Martin SK, et al. 1998. Retrospectivebiochemical screening of fatty acid oxida-tiondisorders in postmortem liver of 418cases of sudden unexpected death in thefirst year of life. J. Pediatr. 132:924–33

8. Chace DH, DiPerna JC, Mitchell BL,Sgroi B, Hofman LF, Naylor EW. 2001.Electrospray tandem mass spectrometry foranalysis of acylcarnitines in dried post-mortemblood specimens collected at au-topsyfrom infants with unexplained causeof death. Clin. Chem. 47:1166–82

9. Rinaldo P. 1999. Mitochondrial fatty acidoxidation disorders and cyclic vomitingsyndrome. Dig. Dis. Sci. 44:97S–102S

10. Al Odaib A, Shneider BL, Bennett MJ,Pober BR, Reyes-Mugica M, et al. 1998.A defect in the transport of long-chain fattyacids associated with acute liver failure. N.Engl. J. Med. 339:1752–57

11. Ibdah JA, Bennett MJ, Rinaldo P, ZhaoY, Gibson B, et al. 1999. A fetal fatty acid oxidation disorder causes maternal liver disease of pregnancy. N. Engl. J. Med.340:1723–31

12. Wanders RJ, Vreken P, den Boer ME, Wij-burg FA, van Gennip AH, IJlst L. 1999. Disorders of mitochondrialfatty acyl-CoA¯-oxidation. J. Inher. Metab. Dis. 22:442–87

13. Bennett MJ, Rinaldo P, Strauss AW. 2000.Inborn errors of mitochondrial fatty acidoxidation. Crit. Rev. Clin. Lab. Sci. 37:1–44

14. Dutta-Roy AK. 2000. Cellular uptake of long-chain fatty acids: role of membrane-associated fatty-acid binding/transport proteins. Cell Mol. Life Sci. 57:1360–72

15. Berk PD, Stump DD. 1999. Mechanisms of cellular uptake of long chain free fatty acids. Mol. Cell. Biochem. 192:17–31

16. Hirsch D, Stahl A, Lodish HF. 1998. A family of fatty acid transporters conserved from mycobacterium to man. Proc. Natl.Acad. Sci. USA 95:8625–29

17. Bremer J. 1983. Carnitine: metabolism and functions. Physiol. Rev. 63:1420–80

18. Nezu J, Tamai I, Oku A, Ohashi R, Yabuuchi H, et al. 1999. Primary systemic carnitine deficiency is caused by mutations in a gene encoding sodium ion-dependent carnitine transporter. Nat. Genet. 21:91–94

19. McGarry JD, Brown NF. 1997. The mi-tochondrial carnitine palmitoyltransferase system. From concept to molecular analysis.Eur. J. Biochem. 244:1–14

20. Britton CH, Schultz RA, Zhang B, Esser V, Foster DW, McGarry JD. 1995. Human liver mitochondrial carnitine palmitoyltransferase I: characterization of its cDNA and chromosomal localization and partial analysis of the gene. Proc. Natl.Acad. Sci. USA 92:1984–88

21. Britton CH, Mackay DW, Esser V, Foster DW, Burns DK, et al. 1997. Fine chromo-some mapping of the genes for human liver and muscle carnitine palmitoyltransferase I (CPT IA and CPT IB). Genomics 40:209– 11

22. Huizing M, Iacobazzi V, IJlst L, Savelkoul P, Ruitenbeek W, et al. 1997. Cloning of the human carnitine-acylcarnitine carrier cDNA and identification of the molecular defect in a patient. Am. J. Hum. Genet. 61:1239–45

23. Finocchiaro G, Taroni F, Rocchi M, Liras Martin A, Colombo I, et al. 1991. cDNA cloning, sequence analysis, and chromosomal localization of the gene for human carnitine palmitoyltransferase. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 88:661–65

24. Izai K, Uchida Y, Orii T, Yamamoto S, Hashimoto T. 1992. Novel fatty acid в-oxidation enzymes in rat liver mitochondria.I: purification and properties of very-long-chain acyl coenzyme A dehydrogenase. J. Biol. Chem. 267:1027–33

25. Frerman FE, Goodman SI. 2001. Defects of electron transfer flavoprotein and electron transfer flavoprotein-ubiquinone oxi-doreductase:glutaric acidemia type II. See Ref. 1a, pp. 2357–65

26. Ikeda Y, Okamura-Ikeda K, Tanaka K.1985. Purification and characterization of short-chain, medium-chain, and long-chain acyl-CoA dehydrogenases from rat liver mitochondria. Isolation of the holo- and apoenzymes and conversion of the apoenzyme to the holoenzyme. J. Biol. Chem. 260:1311–25

27. Kurtz D, Rinaldo P, Rhead WJ, Tian L, Millington DS, et al. 1998. Targeted disruption of mouse long-chain acyl-CoA dehydrogenase reveals crucial role in fatty acid oxidation. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 95:15592–97

28. Cox KB, Hamm DA, Millington DS, Matern D, Vockley J, et al. 2001. Very long-chain acyl-CoA dehydrogenase deficiency is distinct from long-chain acyl-CoA dehydrogenase deficiency in the mouse. Hum.Mol. Genet. In press

29. Uchida Y, Izai K, Orii T, Hashimoto T. 1992. Novel fatty acid в-oxidation enzymes in rat liver mitochondria. II: pu-rification and properties of enoyl-CoA hydratase/3-hydroxyacyl-CoA dehydroge-nase/ 3-ketoacyl-CoA thiolase trifunctional protein. J. Biol. Chem. 267:1034–41

30. Carpenter K, Pollitt RJ, Middleton B. 1992. Human long-chain 3-hydroxyacyl-CoA dehydrogenase is a multifunctional membrane-bound в-oxidation enzyme of mitochondria. Biochem. Biophys. Res. Commun. 183:443–48

31. Ushikubo S, Aoyama T, Kamijo T, Wan-ders RJA, Rinaldo P, et al. 1996. Molecular characterization of mitochondrial trifunctional protein deficiency: formation of the enzyme complex is important for stabiliza-tion of both alpha and beta subunits. Am. J. Hum. Genet. 58:979–88

32. Weinberger MJ, Rinaldo P, Strauss AW, Bennett MJ. 1995. Intact а-subunit is required for membrane binding of human mitochondrial trifunctional в-oxidation protein, but is not necessary for conferring 3-ketoacyl CoA thiolase activity to the в-subunit. Biochem. Biophys. Res. Commun. 209:47–52

33. Ijlst L, Ruiter JPN, Hoovers JMN, Jakobs ME, Wanders RJA. 1996. Common missense mutation G1528C in long-chain  3-hydroxyacyl-CoA dehydrogenase deficiency-characterization and expression of the mutant protein, mutation analysis on genomic DNA and chromosomal localization of the mitochondrial trifunctional protein alpha subunit gene. J. Clin. Invest. 98:1028–33

34. Ushikubo S, Aoyama T, Kamijo T, Wanders RJA, Rinaldo P, et al. 1996. Molecular characterization of mitochondrial trifunctional protein deficiency: formation of the enzyme complex is important for stabilization of both а- and в-subunits. Am. J. Hum. Genet. 58:979–88

35. Kanazawa M, Ohtake A, Abe H, Yamamoto S, Satoh Y,et al. 1993. Molecular cloning and sequence analysis of the cDNA for human mitochondrial short-chain enoyl-CoA hydratase.Enzyme Protein 47:9–13

36. Jackson S, Schaefer J, Middleton B, Turn-bull DM. 1995. Characterisation of a novel enzyme of human fatty acid в-oxidation: a matrix-associated, mitochondrial 2-enoyl-CoA hydratase. Biochem. Biophys. Res.  Comm. 214:247–53

37. Jiang LL, Kobayashi A, Matsuura H, Fukushima H, Hashimoto T. 1996. Purification and properties of human D-3- hydroxyacyl-CoA dehydratase: medium-chain enoyl-CoA hydratase is D-3-hy-droxyacyl- CoA dehydratase. J. Biochem. 120:624–32

38. Kobayashi A, Jiang LL, Hashimoto T. 1996. Two mitochondrial 3-hydroxyacyl-CoA dehydrogenases in bovine liver. J. Biochem. 119:775–82

39. He XY, Schulz H, Yang SY. 1998. A human brain L-3-hydroxyacyl-coenzyme A dehydrogenase is identical to an amyloid beta-peptide-binding protein involved in Alzheimer’s disease. J. Biol. Chem. 273:10741–46

40. Vredendaal PJCM, van den Berg IET, Malingre HEM, Stroobants AK, Olde  Weghuis DE, Berger R. 1996. Human short-chain L-3-hydroxyacyl-CoA dehydrogenase: cloning and characterization of the coding sequence. Biochem. Biophys. Res. Commun. 223:718–23

41. Miyazawa S, Osumi T, Hashimoto T. 1980. The presence of a new 3-oxoacyl-CoA thiolase in rat liver peroxisomes. Eur. J. Biochem. 103:589–96

42. Kamijo T, Indo I, Souri M, Aoyama T, Hara T, et al. 1997. Medium-chain 3- ketoacyl-CoA thiolase deficiency: a new disorder of mitochondrial fatty acid в-oxidation. Pediatr. Res. 42:569–76

43. Rinaldo P, Al Odaib A, Bennett MJ. 1999. Complementation analysis of six patients with a defect of long-chain fatty acid transport in fibroblasts. J. Inher. Metab. Dis. 22(Suppl.):15 (Abstr.)

44. Vockley J, Rinaldo P, Bennett MJ, Matern D, Vladutiu GD. 2000. Synergistic heterozygosity: disease resulting from multi-plepartial defects in one or more metabolic pathways. Mol. Genet. Metab. 71:1-18

45. Tanaka T, Nakata T, Oka T, Ogawa T, Okamoto F, et al. 2001. Defect in human myocardial long-chain fatty acid uptake is caused by FAT/CD36 mutations. J. Lipid Res. 42:751–59

46. Treem WR, Stanley CA, Finegold DN, Hale DE, Coates PM. 1988. Primary carnitine deficiency due to a failure of carnitine transport in kidney, muscle, and fibroblasts.  N. Engl. J. Med. 319:1331–36

47. Stanley CA, DeLeeuw S, Coates PM, Vianey-Liaud C, Divry P, et al. 1991. Chronic cardiomyopathy and weakness or acute coma in children with a defect in carnitine uptake. Ann. Neurol. 30:709–16

48. Bougneres P-F, Saudubray J-M, Marsac C, Bernard O, Odievre M, Girard J. 1981. Fasting hypoglycemia resulting from hepatic carnitine palmitoyltransferase defi-ciency. J. Pediatr. 98:742–46

49. Rinaldo P. 2001. Laboratory diagnosis of inborn errors of metabolism. In Liver Disease in Children, ed. FJ Suchy, RJ Sokol, WF Balistreri, pp. 171–84. Philadelphia: Lippincott, Williams & Wilkins. 2nd ed.

50. Bonnefont J-P, Demaugre F, Prip-Buus C, Saudubray J-M, Brivet M, et al. 1999. Carnitine palmitoyltransferase deficiencies. Mol. Genet. Metab. 68:424–40

51. Olpin SE, Allen J, Bonham JR, Clark S, Clayton PT, et al. 2001. Features of carnitine  palmitoyltransferase type I deficiency. J. Inher. Metab. Dis. 24:35–42

52. Brown NF, Mullur RS, Subramanian I, Esser V, Bennett MJ, et al. 2001. Molecular characterization of liver-type carnitine palmitoyltransferase I (L-CPT-I) deficiency in six patients: insights intofunction of the native enzyme. J. Lipid Res., 42:1134–42

53. Ijlst L, Mandel HW, Oostheim W, Ruiter PN, Gutman A, Wanders RJA. 1998. Molecular basis of hepatic carnitine palmitoyltransferase I deficiency. J. Clin. Invest. 102:527–31

54. Abadi N, Thuillier L, Prasad C, Dilling L, Demaugre F, et al. 1999. Molecular resolu-tion of carnitine palmitoyltransferase I deficiency in a Hutterite family. Am. J. Hum. Genet. 65:A230 (Abstr.)

55. Stanley CA, Hale DE, Berry GT, DeLeeuw S, Boxer J, Bonnefont J-P. 1992. A deficiency of carnitine-acylcarnitine translocase in the inner mitochondrial membrane. N. Engl. J. Med. 327:19–23

56. Morris AAM, Olpin SE, Brivet M, Turn-bull DM, Jones RAK. Leonard JV. 1998. A patient with carnitine-acylcarnitine translocase deficiency with a mild phenotype. J. Pediatr. 132:514–16

57. Huizing M, Iacobazzi V, Ijlst L, Savelkoul P, Ruitenbeek W, et al. 1997. Cloning of the human carnitine-acylcarnitine carrie cDNA and identification of the molecular defect in a patient. Am. J. Hum. Genet. 61:1239–45

58. Rinaldo P, Matern D. 2000. Disorders of fatty acid transport and mitochondrial oxidation: challenges and dilemmas of metabolic evaluation. Genet. Med. 2:338– 44

59. Taroni F, Verderio E, Dworzak F, Willems PJ, Cavadini P, DiDonato S. 1993. Identification of a common mutation in the carnitine palmitoyltransferase II gene in familial recurrent myoglobinuria patients. Nat. Genet. 4:314–20

60. Demaugre F, Bonnefont J-P, Colonna M, Cepenec C, Leroux J-P, Saudubray J-M. 1991. Infantile form of carnitine palmitoyltransferase II deficiency with hepato-muscular symptoms and sudden death. Physiopathological approach to carnitine palmitoyltransferase II deficiencies. J. Clin. Invest. 87:859–6461. Yamaguchi S, Indo Y, Coates PM, Hashimoto T, Tanaka K. 1993. Identification of very-long-chain acyl-CoA dehydroge-nase deficiency in three patients previously diagnosed with long-chain acyl-CoA dehy-drogenase deficiency. Pediatr. Res. 34:111–13

62. Hale DE, Stanley CA, Coates PM. 1990. The long chain acyl-CoA dehydrogenase deficiency. Progr. Clin. Biol. Res. 321:411– 18

63. Mathur A, Sims HF, Gopalakrishnan D, Gibson B, Rinaldo P, et al. 1999. Molecular heterogeneity in very long-chain acyl-CoA dehydrogenase deficiency causing pe-diatric cardiomyopathy and sudden death. Circulation 99:1337–43

64. Andresen BS, Olpin S, Poorthuis BJ, Scholte HR, Vianey-Saban C, et al. 1999. Clear correlation of genotype with disease phenotype in very-long-chain acyl-CoA dehydrogenase deficiency. Am. J. Hum. Genet. 64:479–94

65. Wanders RJA, Ijlst L, van Gennip AH, Jakob C, de Jager JP, et al. 1990. Long-chain 3-hydroxyacyl-CoA dehydrogenase deficiency: identification of a new inborn error of mitochondrial fatty acid в-oxidation. J. Inher. Metab. Dis. 13:311–14

66. Ijlst L, Ruiter JPN, Hoovers JMN, Jakobs ME, Wanders RJA. 1996. Common missense mutation G1528C in long-chain3-hydroxyacyl-CoA dehydrogenase deficiency: characterization and expression of the mutant protein, mutation analysis on genomic DNA and chromosomal localization of the mitochondrial trifunctional protein в-subunit gene. J. Clin. Invest. 98:1028–33

67. Jackson S, Singh Kler R, Bartlett K, Briggs H, Bindoff LA, et al. 1992. Combined enzyme defect of mitochondrial fatty acid oxidation. J. Clin. Invest. 90:1219–25

68. Sattar N, Gaw A, Packard CJ, Greer IA. 1996. Potential pathogenic roles of aberrant lipoprotein and fatty acid metabolism in preeclampsia. Br. J. Obstetr. Gynaecol.103:614–20

69. Sattar N, Bendomir A, Berry C, ShepherdJ, Greer IA, Packard CJ. 1997. Lipoprotein subfraction concentrations in preeclampsia: pathogenic parallels to atherosclerosis. Obstetr. Gynecol. 89:403–8

70. Shambaugh GE 3rd. 1985. Ketone bod metabolism in the mother and fetus. Fed. Proc. 44:2347–51

71. Herrera E, Amusquivar E. 2000. Lipi metabolism in the fetus and the newborn. Diabetes Metab. Res. Rev. 16:202–10

72. Shekawat PS, Bennett MJ, Rakheja D, Strauss AW. 2001. Fatty acid oxidation (FAO) in normal human placenta: develop-mental expression and activity of enzymes of mitochondrial ¯-oxidation. Pediatr. Res. 49:55A (Abstr.)

73. Tein I. 2000. Metabolic disease in the fetus predispose to maternal complications of pregnancy. Pediatr. Res. 47:6–8

74. Rinaldo P, Studinski A, Matern D. 2001. Prenatal diagnosis of disorders of fatty acid

transport and mitochondrial oxidation. Prenat. Diagn. 21:52–54

75. Matern D, Shehata BM, Shekhawat P, Strauss AW, Bennett MJ, Rinaldo P. 2001. Placental floor infarction complicating the pregnancy of a fetus with long-chain L-3- hydroxy acyl-CoA dehydrogenase deficiency. Mol. Genet. Metab. 72:265–68

76. Matern D, Rinaldo P. 2000. Medium chain acyl-coenzyme A (MCAD) deficiency. In GeneClinics: Medical Genetics Knowledge Base [database online]. Univ. Washington, Seattle. http:// www.geneclinics.org/profiles/mcad.

77. Raymond K, Bale AE, Barnes CA, Rinaldo P. 1999. Sudden adult death and medium-chain acyl-CoA dehydrogenase deficiency. Genet. Med. 1:293–94

78. Chace DH, Hillman SL, Van Hove JL, Naylor EW. 1997. Rapid diagnosis of MCAD deficiency: quantitatively analysis of octanoylcarnitine and other acylcarnitines in newborn blood spots by tandem mass spectrometry. Clin. Chem. 43:2106–111

79. Andresen BS, Dobrowolski SF, O’Reilly L, Muenzer J, McCandless SE, et al. 2001. Medium-chain acyl-CoA dehydrogenase (MCAD) mutations identified by MS/MS-based prospective screening of newborns differ from those observed in patients with clinical symptoms: identification and char-acterization of a new, prevalent mutation that results in mild MCAD deficiency. Am. J. Hum. Genet. 68:1408–18

80. Zschocke J, Schulze A, Lindner M, Fiesel S, Olgemoller K, et al. 2001. Molecular and functional characterisation of mild MCAD deficiency. Hum. Genet. 108:404–8

81. Albers S, Levy HL, Irons M, Strauss AW, Marsden D. 2001. Compound heterozy-gosity in four asymptomatic siblings with medium-chain acyl-CoA dehydrogenase deficiency. J. Inher. Metab. Dis. 24:417–18

82. Treem WR, Stanley CA, Goodman SI. 1989. Medium-chain acyl-CoA dehy-drogenase deficiency: metabolic effects and therapeutic efficacy of long-term L-carnitine supplementation. J. Inher. Metab. Dis. 12:112–19

83. Tein I, De Vivo DC, Hale DE, Clarke JTR, Zinman H, et al. 1991. Short-chain L-3-hydroxyacyl-CoA dehydrogenase defi-ciency in muscle: a new cause of recurrent myoglobinuria and encephalopathy. Ann. Neurol. 30:415–19

84. Bennett MJ, Weinberger MJ, Kobori JA, Rinaldo P, Burlina AB. 1996. Mitochon-drial short-chain L-3-hydroxybutyryl-Co dehydrogenase deficiency: a new defect o fatty acid oxidation. Pediatr. Res. 39:185–88

85. Bennett MJ, Spotswood SD, Ross KF, Comfort S, Koonce R, et al. 1999. Fatal hepatic short-chain L-3-hydroxyacyl-coenzyme A dehydrogenase deficiency: clinical, biochemical, and pathological studies on three subjects with this recently identified disorder of mitochondrial beta-oxidation. Pediatr. Dev. Pathol. 2:337–45

86. O’Brien LK, Bennett MJ, Rinaldo P, Sims H, Strauss AW. 2001. A mouse model for medium and short chain L-3-hydroxyacyl-CoA dehydrogenase deficiency. Pediatr. Res. 49:181A (Abstr.) 87. Clayton PT. 2001. Applications of mass spectrometry in the study of inborn errors of metabolism. J. Inher. Metab. Dis. 24:139– 50

88. O’Brien LK, Rinaldo P, Sims HF, Alonso EM, CharrowJ, et al. 2000. Fulminant hepatic failure associated with mutations in the medium and short chain L-3-hydroxyacyl-CoA dehydrogenase gene. J. Inher. Metab. Dis. 23(Suppl.):127 (Abstr.)

89. Coates PM, Hale DE, Finocchiaro G, Tanaka K, Winter SC. 1988. Genetic deficiency of short-chain acyl-coenzyme A dehydrogenase in cultured fibroblasts from a patient with muscle carnitine deficiency and severe skeletal muscle weakness. J. Clin. Invest. 81:171–75

90. Bhala A, Willi SM, Rinaldo P, Bennett MJ, Schmidt-Sommerfeld E, Hale DE. 1995. The emerging clinical and biochemical picture of short-chain acyl-CoA dehydroge-nase deficiency.J.Pediatr126:910–15

91. Corydon MJ, Vockley G, Rinaldo P, Rhead WJ, Kjeldsen M, et al. 2001. Role of com-mon variant alleles in the molecular basis of short-chain acyl-CoA dehydrogenase defi-ciency. Pediatr. Res. 49:18–23

92. Roe CR, Millington DS, Norwood DL, Kodo N, Sprecher H, et al. 1990. 2,4- Dienoyl-coenzyme Areductase deficiency: a possible new disorder of fatty acid oxida-tion. J. Clin. Invest. 85:1703–7

93. Thompson GN, Hsu BYL, Pitt JJ, Treacy E, Stanley CA. 1997. Fasting hypoketotic coma in a child with deficiency of mitochondrial 3-hydroxy-3-methylglutaryl-CoAsynthase. N. Engl. J. Med. 337:1203–7

94. Morris AA, Lascelles CV, Olpin SE, Lake BD, Leonard JV, Quant PA. 1998. Hepatic mitochondrial 3-hydroxy-3- methylglutaryl-coenzyme A synthase de-ficiency. Pediatr. Res. 44:392–96

95. Zschocke J, Hegardt FG, Casals N, Penzien JM, Aledo R, et al. 2000. Clinical, biochemical and molecular characteriza-tion of 3-hydroxy 3-methylglutaryl-CoA synthase deficiency. J. Inher. Metab. Dis. 23(Suppl.):107 (Abstr.)

96. Bouchard L, Robert MF, Vinarov D, Stanley CA, Thompson GN, et al. 2001. Mitochondrial 3-hydroxy-3-methylglutaryl- CoA synthase deficiency: clinical course and description of causal mutations in two patients. Pediatr. Res. 49:326–31

97. Mitchell GA, Robert M-F, Hruz P Wang S, Fontaine G, et al. 1993. 3- Hydroxy-3-methylglutaryl coenzyme A lyase (HL): cloning of human and chicken liver HL cDNAs and characterization of a mutation causing human HL deficiency. J. Biol. Chem. 268:4376–81

98. Loehr JP, Goodman SI, Frerman FE. 1990. Glutaric acidemia type II: hetero-geneity of clinical and biochemical phenotypes. Pediatr. Res. 27:311–15

99. Gregersen N, Rhead W, Christensen E. 1900. Riboflavin responsive glutaric aciduria type II. Progr. Clin. Biol. Res. 321:477–94

100. Wood J, Seashore MR, Magera MJ, Ri-naldo P, Strauss AW, Friedman A. 2001. Retrospective diagnosis of very long chain acyl-CoA dehydrogenase deficiency from an infant’s newborn screening card. Ped-atrics 108:e19

101. Rinaldo P, Raymond K, Al Odaib A, Bennett MJ. 1998. Fatty acid oxidation disorders: clinical and biochemical features. Curr. Opin. Pediatr. 10:615–21

102. Bennett MJ, Rinaldo P. 2001. Th metabolic autopsy comes of age. Clin. Chem. 47:1145–46

103. Kelly CL, Rhead WJ, Kutschke WK, Brix AE, Hamm DA, et al. 1997. Functional correction of short-chain acyl-CoA dehydrogenase deficiency in transgenic mice: implications for gene therapy of human mitochondrial enzyme deficiencies. Hum. Mol. Genet. 6:1451–55

104. Koizumi T, Nikaido H, Hayakawa J, Nonomura A, Yoneda T. 1988. Infantil disease with microvesicular fatty infiltration of viscera spontaneously occurring in the C3H-H-20 strain of mouse with similarities to Reye’s syndrome. Lab. Animals22:83–87

105. Wood PA, Amendt BA, Rhead WJ, Millington DS, Inoue F, Armstrong D. 1989. Short-chain acyl-coenzyme A de-hydrogenase deficiency in mice. Pediatr. Res. 25:38–43

106. Ibdah JA, Paul H, Zhao Y, Binford S, Cline M, et al. 2001. Lack of mitochondrial trifunctional protein in mice causes neonatal hypoglycemia and sudden death. J. Clin. Invest. 107:1403–9

107. Dipple KM, McCabe ERB. 2000. Phenotypes of patients with “simple” Mendelian disorders are complex traits: thresholds, modifiers, and systems dynamics. Am. J. Hum. Genet. 66:1729–35

108. Parker A, Engel PC. 2000. Preliminary evidence for the existence of specific functional assemblies between enzymes of the beta-oxidation pathway and the respira-tory chain. Biochem. J. 345:429–35

Референт - Захарова Е.Ю.